COMO CREAR UN HISTOGRAMA CON MICROSOFT OFFICE EXCEL

Con Excel se pueden hacer gráficos tipo Histograma o polígonos de frecuencias.
Un Histograma es un gráfico de columnas (barras verticales) donde cada columna representa la cantidad de veces que ocurre un determinado hecho.

Por ejemplo, supongamos que organizamos un curso al que asisten personas de distintas provincias.
Queremos obtener un gráfico que represente la procedencia de los asistentes: más personas hay de una determinada provincia, más alta es la columna correspondiente.

Esto es un histograma. La altura de cada columna de este gráfico es proporcional a la cantidad de gente que proviene de la respectiva provincia.

Si tenemos un cuadro donde se indique lo cantidad de gente por provincia, hacer el gráfico es muy fácil:
1. Seleccionar el cuadro de valores.
2. Tomar las opciones [Insertar/Gráfico].
3. Seguir, de ahí en más, las indicaciones del Asistente para gráficos.

En realidad, el problema no es el gráfico, sino el cuadro: tal vez no tengamos un cuadro elegante de dos columnas donde cada fila sea una provincia y donde se indique la cantidad de asistentes de esa procedencia. Es más probable que tengamos una lista de personas (cada fila una persona) donde se indique la procedencia de cada una. A partir de esta lista tenemos que obtener el cuadro y, entonces sí, pasar al gráfico.

Pare crear el histograma, necesitamos obtener una tabla que diga cuántas personas hay de cada provincia.

Hay varias formas de obtener el cuadro de valores a partir de la lista. Una de las más directas es mediante tablas dinámicas:
1. Seleccionamos la lista original. En particular, nos interesa incluir la columna donde se indica la procedencia.
2. Luego tomamos las opciones del menú [Datos/Informe de tablas y gráficos dinámicos].
3. En el primer paso indicamos [Lista o base de datos de Microsoft Excel], porque ése es el origen de nuestros datos.
4. Hacemos un clic en [Siguiente].
5. En el segundo paso, el cuadro debe indicar correctamente el origen de datos, tal como lo seleccionamos al principio. De modo que seguimos adelante con un clic en [Siguiente].
6. En el último paso indicamos lo ubicación para la tabla de valores que vamos a obtener. Por ejemplo, [Hoja de cálculo nueva].
7. Hacemos un clic en [Finalizar].

Para crear la tabla dinámica seleccionamos la lista de provincias, Incluyendo el título.

Esto no creo la tabla, sino un esqueleto donde debemos acomodar los datos:
1. Tomamos con el mouse el título Procedencia y lo llevamos desde el cuadro [Lista de campos de tabla] hasta donde dice [Coloque campos de fila aquí].
2. Repetimos la maniobra anterior, pero esta vez llevamos el título Procedencia a donde dice [Coloque datos aquí].

Esta tabla dinámica obtenida tampoco es el cuadro que se graficará para obtener el histograma. Ocurre que, en principio, cuando creamos un gráfico a partir de una tabla dinámica, se obtiene un "gráfico dinámico" Si queremos un gráfico común, tenemos que copiar la tabla a otro rango y graficamos ese segundo rango.

NOTA: si tienen más "trucos" de Excel u otros programas que le pueden llegar a venir bien a todos y ser de utilidad y lo quieren compartir por favor mandar al mail del blog (y mejor con capturas o links de descarga, etc.): bioquimicaweb@gmail.com

MICROBIOLOGIA - COLORACIONES

GRAM:

• Preparar un extendido fino del material a colorear y dejar secar al aire.
• Fijar al calor, pasando el preparado 3 o 4 veces dentro de la llama del mechero bunsen.
• Cubrir el portaobjeto con cristal violeta durante 1 min. y lavar con agua corriente. Eliminar el exceso de agua.
• Cubrir el portaobjeto con solución de lugol durante 1 a 2 min. y lavar con agua corriente. Eliminar el exceso de agua.
• Sostener el porta-objetos entre el dedo pulgar e índice y decolorar con alcohol-acetona. (10 seg.) La decoloración es el paso más crítico del procedimiento de esta técnica. la tendencia a sobredecolorar hace que bacterias Gram positivas aparezcan Gram negativas.
• Lavar inmediatamente el portaobjetos con agua corriente para remover el alcohol-acetona y frenar la decoloración. Eliminar el exceso de agua.
• Cubrir el frotis con solución de fucsina o safranina durante 30 – 60 seg. Lavar con agua corriente.
• Control: Gram positivo: Staphylococcus aureus
Gram negativo: Escherchia coli

Reactivos:
- Solución 1: sol. madre de cristal violeta. Disolver 10 grs. de colorante en 100ml de alcohol 95%. Guardar en botella de vidrio durante un año.
- Solución de trabajo: filtrar 10 ml de la solución madre y agregar 40 ml de solución recién filtrada de oxalato de sodio al 1% o de H2O dest.
- Lugol: Disolver 25 gr de Iodo cristalino + 50 g IK + 500 ml H2O dest. Guardar botella color caramelo.
- Decolorante: Partes iguales de etanol 95% y acetona. Guardar frasco color caramelo a TA (temperatura ambiente).
- Contracolorante:
a) Safranina: tomar 20 ml de solución de safranina al 2,5 % en etanol 95% y agregar 180 ml de H2O dest.
b) Fucsina básica: disolver 0,1 o o,2 g de fucsina básica en 100 ml de H2O dest. Guardar en botella oscura durante un año.


GRAM WEIGERT

Recomendado para observar quistes de Pneumocystis carinii.

• Fijar con metanol tres minutos.
• Cubrir con eosina amarilla durante 5 minutos.
• Lavar con agua y añadir cristal violeta recién filtrado. Dejar 3 min.
• Lavar con solución de Iodo y dejar con esta misma 5 minutos.
• Lavar con agua, secar cuidadosamente con papel, tanto la parte superior como la inferior del porta-objetos y dejar secar al aire.
• Decolorar con anilina- xileno hasta que no desprenda más color púrpura ( el extendido debe quedar color rosado ).
• Enjuagar con xileno, secar al aire y observar con inmersión.

Los quistes de P. carinii y hongos se tiñen de azul oscuro e irregularmnete. Los núcleos celulares pueden teñirse de azul si no están bien decolorados, pero no son tan oscuros como los quistes de P. carinii.

Reactivos:
- Eosina: Disolver 1g de eosina amarilla en 100 ml de agua dest.
- Cristal violeta: mezclar soloc. A y B . Filtrar antes de usar. Estable por tres meses.
- Solución A: mezclar 2 ml de anilina con 88 ml de agua dest. Filtrar
- Solución B: disolver 5 g de cristal violeta en 10 ml de etanol al 95%.
- Solución de Iodo: 2g de IK + pequeña cantidad de agua dest. Agregar 1 g de iodo y llevar a 300 ml con agua dest.
- Anilina-xileno: mezclar partes iguales de los 2 reactivos.


ZIEHL NEELSEN

• Fijar el extendido por calor
• Cubrir el preparado con sol. de fucsina y calentar el preparado hasta desprendimiento de humos blancos, durante 5 min. Agregar agua si el preparado comienza a desecarse.
• Lavar con agua y decolorar con alcohol ácido .
• Lavar con agua y contracolorear con azul de metileno durante 1 min.
• Lavar y secar al aire. Mirar a 100x.

Reactivos:
- Fucsina:
a) Disolver 3g de fucsina en 10 ml al 95%
b) Disolver 5g de fenol cristalizado en 100 ml .
c) Mezclar 10 ml de soluc. A con 90 ml de soluc. B y guardar a temp. ambiente durante 3 meses.
- Alcohol ácido: 3ml de HCL + 97 ml de “ ol “ al 95%.
- Azul de metileno: 0,3g de azul de metileno + 100 ml agua dest.


TINTA CHINA

• Mezclar una gota de LCR con una gota de tinta china (Pelikan) o nigrosina, sobre un portaobjetos. Si la tinta china está muy concentrada diluir con agua destilada.
• Colocar un cubreobjetos y observar antes que se seque con objetivo de 40 o 100x.
• Permite observar con claridad microorganismos rodeados de cápsula ( por ej. Cryptococcus neoformans ).


KINYOUN

• Fijar los extendidos con metanol.
• Cubrir con carbolfucsina durante 5 min. + calor hasta vapores blancos una vez.
• Lavar con agua. Decolorar con H2SO4 5% 30 – 60 segundos.
• Lavar con agua. Escurrir. Agregar azul de metileno 3 min.
• Lavar secar. Observar a 100x.
• Permite observar Cryptosporidium parvum e Isospora belli ( color rojo a rosado ).

Reactivos
- Solución A: 0,3 g de fucsina + 10 ml de etanol al 95%
- Solución B: 5g de fenol + 100 ml de agua dest. Calentar hasta disolución.
- Mezclar A y B. Conservar a temp amb. Estable 1 año.
- Decolorante: 5 ml H2SO4 (c) + 95 ml de agua destilada
- Azul de metileno: 0,3g de azul de metileno + 100 ml de agua dest.

Diagnóstico Micológico - RECOLECCION Y TRANSPORTE DE MUESTRAS, EXAMEN MICOLOGICO - Micosis Superficiales

En micología la observación directa del hongo en el material tiene valor diagnóstico por si sola debida al carácter de patógeno primario del microorganismo: éste es el caso de los dermatofitos. Cuando desarrolla en cultivo un hongo saprófito o comensal, es necesario determinar su importancia clínica en base a las características del paciente. De esto surge la importancia de la observación de la lesión por parte del micólogo y de la buena toma de muestra para llegar a un buen resultado.

RECOLECCION Y TRANSPORTE DE MUESTRAS

La calidad del diagnóstico de las micosis depende de las calidad y cantidad del material recogido del paciente, de las condiciones de envío, conservación, transporte y procesamiento y de la pericia del micólogo.
Las muestras deben ser representativas, abundantes, libres de contaminantes exógenos o endógenos, y de sustancias que inhiban o alteren la viabilidad de los hongos.
Para asegurar la calidad de la muestra no hay nada mejor que la toma de muestra la realice el micólogo, la inocule en los medios de cultivo, y la procese para la observación microscópica.
Es conveniente recoger los espécimen en recipientes estériles irrompibles y tamaño adecuado y conservarlas a temperatura ambiente.

• Indicaciones previas al paciente:
- Suspender la medicación antifúngica interna y/o externa durante un lapso no inferior a las 72 horas antes de efectuar la toma de muestra; de igual modo se suspende el uso de pomadas, talcos, tinturas u otras sustancias que enmascaren la presencia, inhiban o alteren la viabilidad de los hongos.
- Lavar la superficie afectada con agua y jabón blanco no perfumado tres veces por día durante tres días previos a la toma de muestra.
- Las uñas deben higienizarse además con un cepillo blando y no deben estar pintadas.


• Preparación del sitio para la toma de muestras:
- En el momento de la toma de muestra se desinfecta con alcohol 70º utilizando una gasa estéril. Si se sospecha una infección por levaduras desinfectar con solución fisiológica ya que estas pueden se susceptibles a la acción del alcohol.
- Materiales:
a) cinta adhesiva transparente
b) bisturí
c) pinza de depilar
d) placa de Petri estéril
e) porta-objetos
f) diferentes tipos de ansa
g) agar Saboureaud
h) agar Lacrimel
i) agar DTM

Siempre es necesario tener tubos con medios de cultivo en lugar de la toma de muestra ya que a veces el material es escaso y en esos casos se recomienda realizar directamente la inoculación a los medios de cultivo.


• Métodos de obtención de muestras
a) Cinta adhesiva transparente: se aplica un fragmento de cinta de 10 cm sobre la lesión y se
presiona raspando con el borde lateral de la uña, la superficie de la cinta que cubre la zona afectada para que se adhieran las escamas. La cinta se retira y se aplica sobre una lámina porta-objetos limpia, rebatiendo los extremos hacia abajo para que no se despegue. Es conveniente tomar dos o tres improntas y montarlas individuales

b) Raspado: se utiliza para todas las lesiones descamativas de la piel glabra (sin pelo) en
especial aquellas de gran tamaño. Para obtener el material se raspa el borde activo de la lesión con bisturí estéril . Cuando la lesión afecta los pliegues interdigitales el material se toma del borde de las lesiones, junto a la piel sana de los dedos o de la planta del pie, evitando las áreas maceradas; si la lesión afecta las uñas se raspa la cara profunda de la superficie afectada, próxima a la región sana de la uñas y el lecho subungueal ( se elidirán las zonas friables, de color anormal o hiperqueratósicas) Se debe recoger abundante cantidad de material.

c) Depilación: se utiliza en las lesiones de cuero cabelludo y otras áreas pilosas, y para recoger
el vello de la piel cuando el folículo está inflamado (tinea corporis). La muestra se toma con pinza depilatoria estéril aplicada perpendicularmente a la superficie de la piel y siguiendo el sentido del pelo. Se deben extraer 20 pelos enfermos y las escamas circulantes.


• Transporte y conservación de muestras
Es preferible el transporte inmediato al laboratorio, pero no es imprescindible ya que los hongos que producen micosis superficiales pueden ser aislados de las muestras luego de varias semanas si el recipiente donde se han recolectado no tiene humedad.


EXAMEN MICOLOGICO

• Examen microscópico directo
- Colocar una porción del material entre porta-objetos y cubreobjetos con KOH ( 10 – 40 % ) ó KOH en partes iguales con tinta Parker azul permanente ( sin hervir ) ó después de dejar durante toda la noche ( en cámara húmeda ). También se puede utilizar agua glicerinada, lo que permite observar los preparados hasta 72 hs sin que se alteren ni se sequen.
- Cuando e espécimen a examinar es una impronta tomada con cinta adhesiva por sospecha de pitiriasis, se coloca entre el portaobjetos y la cinta una gota de azul de metileno 1 %, dejar 10 minutos a temperatura ambiente
- Si se sospecha eritrasma, se deben digerir las escamas con KOH al 20 – 40 % durante toda la noche, luego se lavan las escamas 4 – 5 veces con agua destilada . Fijar con suero, hacer coloración de GRAM y Kinyoun. Se considera positiva cuando se observan filamentos finos y elementos cocoides irregularmente teñidos Gram positivos ó parcialmente ácido alcohol resistentes con Kinyoun.


• Cultivos
De rutina:
- DTM, Saboreaud y Lacrimel.........................25 – 28ºC durante 4 semanas con observación semanal.
- Medio de Bilis de Feo...................................25 – 28ºC durante 48 hs y hasta 5 días. Buscar levaduras.
- Saboureaud Sangre ó Agar Sangre (sospecha de eritrasma) ...........................37ºC durante 5 días en CO2. Para investigar Corynebacterium minutissimun (Nocardia ).

• Identificación de cepas

- Dermatofitos: Los dermatofitos pueden ser identificados por sus formas características macro y microscópicas y el auxilio de unas pocas pruebas complementarias

- Levaduras: Cada laboratorio debe decidir respecto a la identificación se considera suficiente identificar Candida albicans y derivar el resto de las cepas a Centros de Referencia.

Algoritmo para el Diagnóstico de Micosis Superficiales